PMGCA - PROGRAMA DE MELHORAMENTO GENÉTICA DA CANA-DE-AÇUCAR

Serviços

Veja os serviços oferecidos pela PMGCA.

Curso de roguing

Instrutor:
Luiz Plínio Zavaglia
Técnico em Agropecuária

OBJETIVO

A produção de mudas de qualidade assume grande importância em cana-de-açúcar, principalmente por ser esta uma cultura semi-perene e, a partir do plantio, originar ciclos sucessivos de produção, por pelo menos 5 anos. Portanto, o conhecimento das técnicas de tratamento térmico (para eliminar as bactérias do raquitismo-da-soqueira, principalmente) e demais controles fitossanitários para produzir mudas sadias são fatores que auxiliam a qualidade final da muda.

A operação de “roguing” para evitar disseminação das doenças, diminuir o inóculo de patógenos nas mudas e evitar misturas de variedades, é uma sistemática importante e que exige conhecimento e treinamento específicos, permitindo a manutenção de alto nível de sanidade nos viveiros e condições básicas para que as mudas tenham a qualidade desejada.

O tratamento térmico não controla eficientemente todas as doenças da cana-de-açúcar, nem mesmo evita que elas sejam adquiridas novamente, através de inóculos introduzidos pelo próprio homem ou outros meios de contaminação. Portanto, a vigilância constante nos viveiros é necessária para evitar que essas doenças possam comprometer a produção de mudas.

Para garantir qualidade ao processo de produção de mudas a UFSCar oferece o “Curso de Treinamento de Roguistas”, para habilitar ou aperfeiçoar indivíduos para o trabalho ou coordenação e execução da atividade de roguing, fornecendo informações técnicas e treinamento prático para reconhecimento e soluções dos problemas fitossanitários da cana-de-açúcar.

Duração 02 dias - o técnico chega um dia antes para preparar o local da aula teórica e escolha das áreas para a aula prática.
Carga Horária 16 horas
Período a combinar
Número Máximo de Participantes a combinar

Programação
1º Dia
7:30 h - Abertura
- Introdução sobre a cultura da cana-de-açúcar
- Doenças e roguing
- Importância da atividade de roguing
- Princípios de controle das doenças
9:30 h - Intervalo (café)
9:45 h - Principais doenças em cana-de-açúcar
- Prejuízos causados
12:00 h - Almoço
13:00 h - Principais doenças em cana-de-açúcar
- Controle fitossanitário
15:30 h - Intervalo (café)
15:45/17:00 h - Aula prática de doenças da cana-de-açúcar
2º Dia
7:30 h - Variedades de cana-de-açúcar
- Introdução sobre melhoramento de cana-de-açúcar
- Caracterização morfológica de variedades de cana-de-açúcar
9:30 h - Intervalo (café )
9:45 h - Caracterização morfológica de variedades de cana-de-açúcar
12:00 h - Almoço
13:00-15:30 h - Aula prática de identificação de variedades de cana-de-açúcar
15:30 h - Intervalo (café)
15:45-17:00 h - Métodos de roguing
- Formação da equipe do roguing
- Material utilizado no roguing
- Encerramento

Principais doenças da cana-de-açúcar

Doença: Carvão
Agente Causal: Fungo Ustilago scitaminea Syd.

Doença: Escaldadura-das-folhas
Agente Causal: Bactéria Xanthomonas albilineans (Ashby) Dowson

Doença: Ferrugem
Agente Causal: Fungo Puccinia melanocephala

Doença: Fusariose - Pokkah Boeng
Agente Causal: Fungo Gibberella moniliformis (Sheldon) Wineland

Doença: Mosaico SCMV
Agente Causal: Vírus

Doença: Nematóides
Agente Causal: Meloidogyne spp., Pratylenchus spp., Trichodorus spp., Helicotylenchus spp., Xiphinema spp., e outros.

Doença: Podridão de Raízes
Agente Causal: Fungo Pythium spp.

Doença: Podridão de colmo
Agente Causal: Fungo Gibberella moniliformis (Sheldon) Wineland

Doença: Raquitismo-da-soqueira
Agente Causal: Bactéria Leifsonia xyli subsp. xyli

Para maiores informações e/ou contratar serviços, entrar em contato:
Tel/Fax: 0xx19 3543 2612 / 2613
e-mail: plínio@cca.ufscar.br.

Análise de Infestação por Nematóides em Solo e Raiz

Análises de solo e raízes, tubérculos, folhas e sementes

O processamento de amostras de solo é feito pelo método de flutuação centrífuga em solução de sacarose (Jenkins, 1964), e o de amostras de raízes, pelo método de Coolen & D’Herde (1972). Para os outros tipos de material, é feito através de trituração e método de Baermann.

Procedimento para a coleta das amostras

- Época de coleta
As amostras devem ser coletadas de preferência no ciclo anterior a um novo plantio e nas épocas onde o nível de umidade esteja adequado para o desenvolvimento das plantas, ou seja, quando o solo não esteja encharcado e nem demasiadamente seco.

- Como proceder a coleta e acondicionamento de amostras
A coleta de amostras para análises nematológicas requer procedimento específico para que seja feita uma correta avaliação da população existente no campo ou viveiro. Cavar o solo ao redor de cada planta a ser amostrada a uma profundidade de 0 a 30 cm, coletar o solo e as raízes finas (radicelas) tendo cuidado para não quebrar. Uniformizar bem o solo obtido nos pontos de amostragem e retirar cerca de 500g. Da mesma forma, uniformizar as raízes e retirar cerca de 100 gramas. Raízes e solo devem ser acondicionados juntos ou separadamente em sacos plásticos os quais devem ser fechados, identificados e mantidos em local fresco até o envio para o laboratório.

Para plantas anuais ou semiperenes

Coletar 10 sub-amostras por hectare para formar uma amostra composta por hectare.
Para plantas perenes

Coletar 10 sub-amostras por hectare, para formar uma amostra composta, na projeção da copa, contemplando os quadrantes Norte, Sul, Leste, Oeste nos diferentes pontos de amostragem.
Para plantas em viveiro

Coletar 10 sub-amostras por cada lote de 1000 mudas, retirando parte do solo e das radicelas.

Como enviar as amostras para análise

As amostras devem ser conservadas em local fresco e enviadas ao laboratório dentro de um período máximo de cinco dias.

Endereço para envio da amostra:
Universidade Federal de São Carlos
Centro de Ciências Agrárias
Departamento de Biotecnologia Vegetal
Rodovia Anhanguera, KM 174, CP 153
CEP 13600-970 Araras, SP

Equipe

Responsável: Profª. Drª. Marineide M. Aguillera
Equipe técnica: Regina Célia R. Devitte e Regina H. C. Assumpção

Análise de raquitismo-da-soqueira (RSD)

Introdução

O Raquitismo-da-soqueira (RSD), uma das mais importantes doenças da cana-de-açúcar é causado pela bactéria Leifsonia xyli subsp. xyli. A doença foi primeiramente descrita em Queensland na Austrália, em 1944 e em 1989, já havia sido relatada em mais 60 países. Hoje, é encontrada na maioria das áreas cultivadas com cana-de-açúcar, podendo causar perdas acima de 50% em variedades suscetíveis ou não tolerantes. L. xyli subsp. xyli é transmitida por estacas ou colmos-sementes provenientes de plantas doentes. A transmissão ocorre quando facões cortam plantas sadias depois de terem cortado plantas doentes. Da mesma forma, colheitadeiras e plantadoras de cana-de-açúcar também são responsáveis pela transmissão da bactéria.

Os sintomas mais comuns são crescimento irregular e retardado, subdesenvolvimento e encurtamento dos colmos e, em condições extremas, aspecto de murcha, necrose nas pontas e bordas das folhas de plantas de cana-de-açúcar. Internamente ocorre coloração rosa nos tecidos meristemáticos de plantas jovens e pontuações ou vírgulas avermelhadas, localizados na região inferior do nó de plantas adultas . Estes sintomas, no entanto, não são específicos do RSD, ocorrendo também em função de ataques de outros patógenos, como Fusarium moniliforme, Colletotrichum falcatum, Xanthomonas albilineans, X. campestris pv. vasculorum e Erwinia herbicola.

Objetivo das avaliações

O diagnóstico do raquitismo da soqueira da cana-de-açúcar é realizado com o objetivo de se avaliar a incidência e determinar os níveis de infecção da bactéria em viveiros de mudas e canaviais comerciais, fornecendo subsídios para as medidas de controle.

Recomendações para coleta de amostras para diagnóstico

Cada amostra deve ser composta de no mínimo 20 colmos por área (talhão, gleba, seção, etc.) identificados corretamente. As amostras devem ser coletadas em canaviais com idade acima de 9 meses. Embora não se conheça a ocorrência de diferenças entre colmos colhidos ao acaso e colmos finos escolhidos, é recomendado dirigir as amostras para perfilhos suspeitos de infecção pelo agente causal. Devido ao decréscimo na eficiência do diagnóstico quando o processamento das amostras é retardado, os produtores são instruídos para remeter as amostras para o DBV/CCA/UFSCar - Araras no máximo 1 dia após a colheita sob agendamento pelo telefone indicado. O processamento e diagnóstico são completados no dia da remessa. A bactéria do RSD é mais freqüente na parte basal, mais madura do colmo (usar 1 metro a partir da base). Recomenda-se não utilizar instrumentos de corte para a coleta do material. Esta, deverá proceder através da quebra das canas na base conforme a figura 2. Deve-se também evitar os colmos com perfuração de broca nos três primeiros entrenós da base.


Feixe de cana identificado com etiqueta

O QUADRO 1 mostra o procedimento das especificações a serem encaminhada juntamente com as amostras. É muito importante o preenchimento de todos os campos (Variedade, Corte, Seção/Talhão e Número de Amostras). Tais informações são extremamente úteis para o monitoramento das áreas bem como para recomendações das avaliações.

QUADRO 1 – Procedimento das especificações do material enviado para o diagnóstico
Variedade Corte Seção/Talhão Número de Amostras

Metodologia para extração da seiva de xilema

Para a extração do fluido vascular de cada um dos colmos amostrados é necessário seguir corretamente os seguintes passos:

1. Limpar os colmos com pano úmido, evitando a contaminação por partículas de solo e outras impurezas;2. Entre o segundo e terceiro entrenó da base para cima do colmo, fazer um corte em bisel na parte inferior e um corte transversal na parte superior. Os cortes das extremidades deverão ser efetuados em colmos individualizados, para posterior extração da seiva de xilema.
3. Um compressor de baixa pressão é usado na extração adaptado de uma teteira de borracha (tipo ordenhadeira) na extremidade mangueira para facilitar a extração (Figura 2).


Figura 2 – Compressor adaptado com teteira de borracha (tipo ordenhadeira)

4. Será coletado, de cada colmo amostrado, no mínimo 0,5 ml do fluído vascular em microtubos plásticos com capacidade para 1,5 ml (Figura 3).


Figura 3 - Acondicionamento do fluido vascular em microtubos de 1,5 ml

5. Cada amostra deverá conter no mínimo 90 tubos com mais de 0,5 ml de fluido vascular cada com 2 gotas de uma solução estabilizadora (Amonex 0,2% ou merthiolate incolor) e identificada corretamente.

Métodos de avaliação da presença da bactéria nas amostras

Dois são os métodos empregados no LAGEM para esse diagnóstico:

a) Serologia “Dot Blot”

Por este método é possível conhecer os diferentes níveis de infecção:
Não detectas ou limpas: abaixo de 103 células bacterianas por mL de seiva vascular ;
N1 – baixo: ocorrência de 104 a 106 células bacterianas por mL de seiva vascular;
N2 - médio: ocorrência de 107 a 109 células bacterianas por mL de seiva vascular;
N3 - alto: ocorrência acima de 109 células bacterianas por mL de seiva vascular.

Figura 4 mostra uma membrana com vários níveis de infecção


Figura 4

b) PCR

Esse tipo de exame envolve manipulação de DNA, sendo assim mais preciso que a anterior mas a resposta é somente qualitativa (presença ou ausência) sem quantificação da presença da bactéria. A figura 5, mostra o resultado de uma dessas análises


Figura 5. Duas amostras mostram resultado positivo para infecção de Leifsonia xyli xyli

Considerações

Esse diagnóstico tem função de orientar trabalhos de futuras multiplicações de clones ou variedades, estabelecendo a real necessidade do uso do tratamento térmico para controlar o raquitismo da soqueira. Mesmo nas áreas onde o nível de infecção das canas for baixo, nas futuras multiplicações é necessário fazer uso do tratamento térmico e da desinfestação de colheitadeiras e facões usados no corte e na picagem das mudas, de maneira a evitar o aumento da incidência da doença dentro da própria área ou para talhões vizinhos.

As amostras sempre deverão ser remetidas ao DBV/CCA/UFSCar – Araras, sob agendamento pelo telefone indicado.

Obs.:
Os microtubos ficarão a cargo dos clientes e podem ser adquiridos em empresas especializadas em material para laboratório. Segue a lista de algumas destas empreses com seus respectivos telefones para contato:

  • HEXIS – (16) 3324 9600;
  • BIOSYSTEMS - 0800 70 31012;
  • TEDIA BRASIL - 0800 70 20020 – Cláudio (019) 9767 3484;
  • LABTRADE - 0800 55 1321.

Os microtubos serão devolvidos limpos e esterilizados após a análise, junto com a entrega dos laudos ou retirados na entrega do próximo lote de amostras.

Equipe

Responsável: Prof. Alfredo Seiiti Urashima
Equipe técnica: Lauricema B. L. Marchetti e estagiários

Endereço para envio da amostra:
Universidade Federal de São Carlos
Centro de Ciências Agrárias
Departamento de Biotecnologia Vegetal
Rodovia Anhanguera, KM 174, CP 153
CEP 13600-970 Araras, SP